Nach einer langen Fahrt von Wien nach Innsbruck beginnt mein erster Arbeitstag glücklicherweise erst um 10h. Obwohl der Montag, so wird es mir gesagt, immer sehr stressig ist, nimmt sich meine Betreuerin Martina viel Zeit um mir die Grundlagen für das, was ich die nächsten drei Wochen hier machen werde zu erklären. Ich erfahre, was "SLOS" ( = Smith-Lemli-Opitz Syndrom) ist (siehe <<Methoden / Experimente>> unter "SLOS") und kann mein Wissen darüber, wie eine PCR und eine Gelelektrophorese (siehe <<Methoden / Experimente>> unter "PCR" und "Gelelektrophorese) funktionieren mit genug Unterlagen noch einmal auffrischen. Nachdem ich mich ein bisschen mit der Theorie beschäftigt habe machen Martina und ich am Nachmittag auch schon die erste PCR: Ziel ist es die DNA-Sequenz des Exon 4 im DHCR7 Gen (Mutationen in diesem Gen führen zum SLOS = Smith-Lemli-Optz Syndrom) zu vervielfältigen, dann mittels Gelektrophorese die PCR-Produkte nach Größe zu ordnen und schließlich das Exon 4 zu sequenzieren. Da es schon spät am Nachmittag ist, stelle ich die Proben nur noch in den Thermocycler und muss bis morgen früh auf das Ergebnis warten.

Die PCR hat leider nicht das gewünschte Ergebnis: Sieht man sich das Gel der Gelelektrophorese unter UV-Licht an, kann man nur Bande der Primer, die bei ca. 25bp liegen, erkennen, jedoch überhaupt keine anderen Bande. Wir vermuten, dass der Fehler möglicherweise bei den Luftblasen am Boden der Eppis lag. Ich mache die gleiche PCR nochmal allein.

Während die Eppis mit den Proben im Thermocycler erhitzt werden, zeigt mir Martina ein paar von den umliegenden Gebäuden und Instituten: Rund um die Uni-Klinik in Innsbruck sammeln sich ganz schön viele naturwissenschaftliche Institute! Bevor wir eines davon besuchen geht es aber noch ins Verwaltungsbüro. Dort soll meine Praktikantinnenvereinbarung unterschrieben werden, irgendetwas an den Vorschriften hat sich jedoch geändert und ich soll nächsten Dienstag wiederkommen.

Nach dem Verwaltungsbüro gehts zu den Versuchsmäusen: In einem Raum befinden sich 1000 (!!) Mäuse. Ich war schon davon ganz schön beeindruckt, aber Georg, der mit den ganzen Mäusen arbeitet, versichert mir, dass bis zu 3000 Mäuse in einen solcher Räume passen! Mehrere Käfige übereinander hängen in speziellen Regalen. Die großteils schwarzen Mäuse schlafen zusammengekuschelt in einer Ecke, klettern auf den Gitterstäben oder wuseln einfach so im Käfig herum.

Georg zeigt mir von einem Tag alten bis zu erwachsenen Mäusen. Die Mäuse, die gerade erst geboren wurden haben noch kein Fell und durch die rosig-durchsichtige haut kann man die Milch im Magen und den Darm durchscheinen sehen. Später kriegen die Mäuse Fell, haben jedoch noch die Augen zu. Georg macht Fiepsgeräusche um zu überprüfen, ob die kleinen Mäuschen schon hören können. Die, die schon hören zucken dabei zusammen, während die ganz kleinen Mäuse gar nicht reagieren. Er erklärt mir außerdem, dass ältere Mäuse dieser Art taub werden, was problematisch wird, wenn sie sich um den Wurf kümmern sollen: Die Muttermaus hört dann nämlich das gefiepse der hungrigen Babys nicht. In so einem Fall lässt er oft noch ältere Geschwister im Käfig, die sich dann um die ganz kleinen Mäuse kümmern. Da Mäuse ziemlich schlecht sehen, ist der Geruchs- und der Tastsinn (Mäuse tasten mit ihren Schnurrhaaren) sehr wichtig, vor allem bei der Futtersuche. Die "Obermaus" in einem Käfig reißt daher den anderen Mäusen die Schnurrhaare aus, damit sie selbst mehr Futter hat!

Neben den großteils schwarzen Mäusen gibt auch welche mit schwarzem Bauch und braunem Rücken. Diese verlieren jedoch sehr schnell das Fell und haben alle kahle Stellen. Als Haustiere wäre diese Art also nicht gut geeignet!

Die SLOS - Versuchsmäuse haben gerade einen neuen Wurf bekommen. Die Jungen sind aber erst eine Woche alt. Irgendwann nächste Woche kann ich dann DNA aus einem Stückchen Schwanz der Jungen gewinnen, mit der der Genotyp der Mäuse herausgefunden werden kann. Nach all dieser Information, und nachdem ich etliche Mäuse gestreichelt habe, verlassen wir nach einer halben Stunde wieder den Mäusestall. Der stechende Geruch haftet aber noch den ganzen Tag an mir.

Zurück im Labor zeigt mir Martina, wie ich ein Gel für die Gelelektrophorese gießen kann. Das wichtigste dabei: Handschuhe! Der Farbstoff im Gel, der hinzugegeben wird um die DNA sichtbar zu machen ist nämlich krebserregend. Auf dieses Gel trage ich dann die PCR-Produkte auf und muss leider feststellen, dass die PCR schon wieder nicht funktioniert hat. Der Fehler muss also bei den Zutaten liegen. Wir haben jedoch keine Zeit mehr die PCR nochmal zu machen, denn jetzt gehts mit einigen Kollegen auf die Patscher Alm (siehe <<Persönliches / Eindrücke>> unter "Pascher Alm")!

Da die PCR für das Exon 4 noch immer nicht funktioniert hat, machen Martina und ich sie heute noch einmal gemeinsam und mit einem neuen Puffer, einer neuen Q-Solution und neuen Nukleotiden. Primer nehmen wir die gleichen wie gestern.

Während die Proben im Thermocycler stehen gieße ich noch einmal ein neues Gel. Das Gel wird in eine Plastikform gegossen, die man mit Klebeband zukleben muss. Das Klebeband hat bei mir jedoch nicht ganz seinen Zweck erfüllt und ein Teil des Gels ist aus der Form geronnen. Glücklicherweise ist aber noch genug Gel in der Form und ich kann es trotzdem verwenden.

Nach langem Warten bis der Thermocycler fertig und das Gel fest geworden ist, kann ich die PCR-Produkte auf das Gel auftragen. Ich muss jedoch feststellen, dass die PCR schon wieder nicht funktioniert hat! Da wir sonst alle Zutaten ausgetauscht haben, überprüfe ich jetzt die Primer: Ich schreibe die DNA-Sequenz von der Packung ab und Martina überprüft mit einem Computerprogramm, das alle Primersequenzen erkennen und zuordnen kann, ob die Firma, die die Primer herstellt vielleicht ein falsches Nukleotid eingebaut hat oder eines ausgelassen hat. Auch das ist nicht der Fall. Zum Schluss kontrolliere ich das Ablaufdatum der Primer: 20.09.2007. Eigentlich sollten sie noch funktionieren aber Martina vermutet, dass die Primer schon zu oft aufgetaut und wieder eingefroren wurden und deshalb vielleicht nicht mehr funktionieren.

Da die PCR für das Exon 4 die letzten drei Male nicht funktioniert hat, soll ich es einmal für das Exon 9 versuchen. Gesagt, getan. Den Nachmittag verbringe ich hauptsächlich damit zu warten bis der Thermocycler fertig wird. Am späten Nachmittag mache ich dann eine Gelelektrophorese mit den PCR-Produkten. Aber auch für das Exon 9 hat die PCR nicht funktioniert! Martina weiß nicht, woran der Fehler liegen könnte. Ich bin ein bisschen deprimiert, aber Anna, eine Kollegin aus einer anderen Abteilung, versichert mir, dass es oft vorkommt, dass mehrere PCR hintereinander nicht funktionieren und dann plötzlich funktioniert sie doch, obwohl man die gleichen Zutaten genommen und auch sonst nichts an den Bedingungen (zum Beispiel anderer Thermocycler etc.) verändert hat. Für morgen verspricht mir Silvia, eine von den Technikerinnen, noch einmal einer PCR für das Exon 4 und eine für das Exon 9 mit mir gemeinsam zu machen.

Wie versprochen macht Silvia heute eine PCR für das Exon 4 und eine für das Exon 9 parallel mit mir. Sie verwendet eine andere Pufferlösung, eine andere Q-Solution und andere Nukleotide (am gleichen Tag gemacht), allerdings die gleichen Primer und DNA-Proben.

Nachher stellt sich heraus, dass ihre Proben funktioniert haben und meine nicht! Da der Fehler wohl kaum am Puffer oder der Q-Solution liegt, vermutet Martina, dass etwas mit den Nukleotiden nicht in Ordnung ist. Gemeinsam mit Martina bereiten wir Silvias PCR-Produkte zum Sequenzieren vor.

Während die Proben im Thermocycler stehen, mache ich noch einmal eine PCR mit Nukleotiden, die wir irgendjemandem stibitz haben. Da es nur darum geht zu überprüfen, ob diese Nukleotide funktionieren, ist es egal, welche DNA ich verwende.

Martina erklärt mir mit Hilfe einer PowerPoint-Präsentation etwas über "MLPA" (siehe <<Methoden / Experimente>> unter "MLPA") und danach gehe ich nach Hause und warte gespannt das Ergebnis der letzten PCR ab, deren Ergebnis ich erst morgen früh feststellen kann.

Ich trage die Produkte von der gestrigen PCR mit anderen Nukleotiden auf und siehe da: Sie hat funktioniert!

Nachdem ich noch ein Paper über Krebs gelesen habe, mache ich noch einmal zur Überprüfung eine PCR für das Exon 4: Einmal mit Silvias Nukleotiden, einmal mit meinen alten Nukleotiden, die bis jetzt noch nie funktioniert haben und einmal mit den stibitzten Nukleotiden. Ich bin schon gespannt was dabei herauskommt!

Endlich kann ich mit der Multiplex PCR beginnen, die man verwendet, um zu überprüfen, ob bestimmte Regionen am Y-Chromosom (z.b. die SRY-Region) fehlen, was zu Azoospermie oder Oligozoospermie führen kann.

Während die Proben im Thermocycler stehen, kann ich wieder einmal nur warten. Aber angeblich gibt es später noch Torte, weil eine von den Mitarbeiterinnen Geburtstag hat!

Es gab Torte. :-) Hier die Auswertung der letzten PCR (für das Exon 4 mit drei verschiedenen Nukleotiden): Alle haben wie gewünscht funktioniert!! Auch die Nukleotide, die die ersten vier Male (auch wie sie die Martina gemacht hat - es liegt also nicht an meiner fehlenden Erfahrung) nicht funktioniert haben! Diese PCRs haben ein Eigenleben... Jetzt warte ich noch die Multiplex-PCR ab.

Die Multiplex-PCR hat sehr gut funktioniert. Ich werde die PCR Produkte am Montag aber noch einmal auf ein neues Gel auftragen, um ein schöneres Bild zu erhalten.

Ab heute bin ich offiziell fürs "Gelgießen" zuständig! :-)

Silvia und ich machen zusammen noch einmal die Multiplex-PCR (für AZF). Ansonsten habe ich nicht viel zu tun.

Auf einen kleinen (allerdings nicht so tragischen) Fehler bei der letzten AZF-PCR bin ich noch gekommen: Ich habe letzes mal die falsche Verdünnung von den Primern genommen: 100mikroM statt 10mikroM.

Nachdem ich die PCR-Produkte wieder auf ein Gel aufgetragen habe, sehe ich, dass die PCR diesmal einwandfrei funktioniert hat. Silvia macht auch gleich ein Foto davon, Zitat: "Wunderschön, wie im Bilderbuch." Juhu. Das Protokoll kann ich auch gleich Martina zum Auswerten geben. Endlich habe ich hier einmal etwas nützliches gemacht! Der Patient hat jedoch keine Deletion des AZF-Gens bzw. einer bestimmten Region davon. Auch mittels Operation können also keine Spermien oder Vorstufen von Spermien mehr entnommen werden (bei kleineren Deletionen ist das manchmal noch möglich). Das Paar muss wohl eine Adoption in Betracht ziehen, denn eine Befruchtung mit "fremden" Spermien aus einer Samenbank ist in Österreich verboten.

Meine heutigen Aufgaben:

1. Eine allespezifische PCR, genauer gesagt für das DeltaF508 Gen am Chromosom 7, das, wenn es fehlt, mutiert oder zu lang ist, zu Cystischer Fibrose (siehe <<Methoden / Experimente>> unter "CFTR") führt machen.

2. Mit einem speziell dafür entwickelten Kit eine PWS (= Prader-Willi-Syndrom, siehe <<Methoden / Experimenten>> unter "PWS") Analyse durchführen.

Die CFTR-PCR ist leider nicht so schön geworden und Martina rät mir sie morgen noch einmal mir auf 10mikroM verdünnten Primern zu machen. Hoffentlich funktionieren die Primer überhaupt - sie sind handbeschriftet und schauen ziemlich alt aus. :-(

Zum PWS-Kit: Da es beim Prader-Willi-Syndrom nicht um eine Veränderung der Nukleotidabfolge der DNA geht, sondern darum, wie die DNA mehtyliert ist, müssen die DNA-Proben erst einmal methyliert werden. Es ist jedoch allen ein Rätsel, wie viel DNA ich in den Ansatz geben soll. Am Protokollblatt steht nur "große Genovision". Was auch immer. Im Handbuch zum Kit steht, dass man 2mikro g bis 1ng verwenden muss - eine ganz schön große Spanne! Aber immerhin ein Anhaltspunkt. Aber was für eine Konzentration haben die DNA-Proben?? Leider steht das nämlich nicht auf allen drauf. Martina einigt sich mit den Technikerinnen, dass ich einen mikro l bzw. 10 mikro l für die Kontroll-DNAs verwenden soll. Passt. Jetzt muss der Ansatz nur noch über Nacht im Thermocycler stehen.

Ich hab Kopfweh.

Irgendetwas pipettiere ich allerdings gerade zusammen. Was eigentlich? Ach ja, der PWS-Kit... Da der Kit noch ganz neu ist, muss ich erst ein paar Pulver und die Carrier RNA lösen und Ethanol zu den Puffern geben. Die methylierte DNA gebe ich in spezielle Tubes mit einem Filter. Dann kommen nach der Reihe 5 verschiedene Puffer drauf, wobei zwischen jedem Schritt abzentrifugiert und das Filtrat verworfen wird. Die Zentrifuge ist angeblich uuuuralt und macht einen unglaublichen Lärm. Das Interessante bleibt beim Zentrifugieren im Filter: die DNA. Durch die verschiedenen Puffer wird diese gereinigt. Die letzten beiden Puffer dienen dazu die DNA wieder aus dem Filter zu lösen. Jetzt muss ich die Proben ein paar Stunden stehen lassen.

Währenddessen mache ich noch einmal die CFTR-PCR von gestern, allerdings mit verdünnten Primern. Wie sich später heraustellt ist die PCR sehr schön geworden. Nur die Nullkontrolle enthält leider ein bisschen DNA. Da ich die PCR (so wie fast alles hier - mit Ausnahme des Gelgießens) allerdings nur zur Übung gemacht habe, muss ich sie deshalb nicht nochmal machen.

Von 12-15h habe ich absolut gaaar nichts zu tun.

Um 13.30h geh ich mal ins Forschungslabor schauen, ob ich dort helfen kann. Tatsächlich kann ich eine PCR für Anne machen um zu testen, ob ein spezieller Thermocycler funktioniert. Naja, besser als gar nichts. Außerdem erklärt mir Anne immer ganz viel und verrät mir Tricks für die Arbeit im Labor (z.B. beim Pipettieren immer mit dem Wasser anfangen - mag Aberglaube sein, aber seitdem ich das mache funktioniert bei mir jede PCR). :-)

Um 15h gibts Sekt und Kuchen, da meine Betreuerin Martina Geburtstag hat. Ich habe wirklich die beste Praktikumszeit erwischt - ständig hat jemand Geburtstag! :-)

Nach der kleinen Feier will ich noch die PCR für die PWS-Proben ansetzen, aber niemand weiß wo die Primer dafür sind. Silvia und Steffi vermuten, dass sie ganz hinten im Kühlraum sind und versprechen sie morgen zusammen mit mir zu suchen.

In der Früh gieße ich drei Gele.

Leider sind die PWS-Kit Primer, die ich gestern schon gesucht habe nicht mehr auffindbar. :-(( Martina will sie aber nachbestellen, damit ich die PCR nächste Woche machen kann und nicht alles umsonst gemacht habe (methyliert, zentrifugiert und dazwischen und davor und danach und überhaupt immer eeewig gewartet). Damit mir nicht ganz so langweilig ist, darf ich eine PCR zur LDL(=Low Density Lipoprotein)-Rezeptor-Diagnostik machen.

Den Nachmittag verbringe ich damit durch ein Genetik-Lexikon zu schmökern.

Die LDL-PCR hat gut funktioniert. Nur für das Exon 2 muss ich sie nochmal machen. Ansonsten kann ich die PCR-Produkte sequenzieren.

Gleich in der Früh (nachdem ich - wie immer - drei Gele gegossen habe) setze ich die LDL-Rezeptor-PCR für die Exone 5-18 an. Für die Exone 1 und 2 wiederhole ich die PCR von gestern. Insgesamt habe ich 16 Mixe und 48 Tubes - ich muss also ganz schön aufpassen, dass ich dabei nirgendwo falsche pipettiere!

Während die Proben im Thermocycler stehen, trage ich die PCR, die ich vor ein paar Tagen für Anne gemacht habe, um den Thermocycler zu testen, auf ein 1%iges (normalerweise verwenden wir immer 2%ige - Annes erwartetes PCR-Produkt ist jedoch sehr groß und kann nur bei einem 1%igen Gel augetrennt werden) Gel auf. Dann schaue ich ihr ein bisschen über die Schulter während sie die Ergebnisse vom Sequenzieren bearbeitet. Ganz schön interessant was für hilfreiche Computerprogramme es dafür gibt! Nach einem Blick auf das Gel unter UV-Licht stellt sich heraus, dass die PCR einwandfrei funtkioniert hat und sie jetzt auch diesen Thermocycler verwenden kann.

Nach einer netten Mittagspause mit Anne zeigt mir Silvia, wie man Platten für das Sequenzieren quillt. Eigentlich nicht sehr spektakulär: Erst gibt man ein Pulver in die Löcher der Platte und dann gibt man Wasser dazu, wodurch ein Gelee entsteht. Spektakulär ist nur was das Gel kann: Gibt man die Proben fürs Sequenzieren darauf, bleiben die Primer-Sequenzen im Gel hängen und man kann nur die gewünschte DNA sequenzieren. Daher ist das Gel auch ganz schön teuer (d.h. ich muss gut aufpassen nichts davon zu verschütten)!

Mittlerweile ist der Thermocycler fertig und ich kann die Produkte von der LDL-Rezeptor-PCR auf ein Gel auftragen. Die PCR hat für alle Exone funktioniert und ich kann sie am Montag sequenzieren. Früher würde sehr mühsam und mit radioaktivev Reagenzien sequenziert aber ich brauche meine Proben nur in ein Gerät stellen, das in kleinsten Kapillaren und mittels fluoreszierender Didesoxynukleotide alles sequenziert (siehe unter <<Methoden / Experimente>> unter "Sequenzieren").

Am Vormittag bereite ich, mit Steffis Hilfe, die PCR-Produkte von der LDL-Rezeptor Diagnostik zum Sequenzieren vor. Da ich ca. 80 Tubes habe, arbeite ich heute erstmals mit einer Mehrkanalpipette, mit der man bis zu 8 Tubes auf einmal füllen kann. Außerdem verwende ich eine elektronische Pipette, die ein Mal eine große Menge der Flüssigkeit, die man pipettieren will, aufzieht, und dann, ohne dass man jedes mal neu aufziehen muss, eine bestimmte Menge (in meinem Fall 9mikro l) abgibt. Vor dem Sequenzieren müssen die PCR-Produkte mit ExoSap-IT Puffer (das ist ein Enzym) "verdaut" werden: Dabei "knabbert" das Enzym alle Primer-Reste weg und es kann nur die gewünschte DNA sequenziert werden. Nachdem die DNA eine Weile mit dem Enzym im Thermocycler war, setze ich den Sequenzieransatz an. Der muss jetzt wieder ein bisschen im Thermocycler stehen.

Die Proben sind fertig vorbereitet und kommen morgen auf die Sequenzierplatten. Martina hat mir gerade gezeigt wie man die Ergebnisse vom Sequenzieren auswertet. Morgen kann ich es dann schon selbst machen (bzw. versuchen - das ist nämlich ganz schön kompliziert!). Dafür gibt es ein Program, dass die Sequenz anzeigt. Allerdings ist sich das Programm auch nicht immer sicher und dann muss per Hand nachkorrigiert werden. Die Basen haben jeweils andere Farben und Peaks zeigen an, wie viele genau so langer Bruchstücke in der Probe gefunden wurden.

Am Nachmittag schaue ich Sandra zu, wie sie die Platten für das Sequenzieren vorbereitet. Die werden dann eingefroren und kommen morgen (bzw. übermorgen) ins Sequenziergerät.

Martina ist heute nicht da. Ich sollte aber eigentlich genug zu tun haben: Ich soll Maus-DNA (mittels PCR) untersuchen und zusammen mit einer Technikerin eine MLPA machen. In der Früh erfahre ich, dass Verena die MLPAs erst am Freitag macht und die zu untersuchenden Mäuseschwänze sind auch noch nicht da!! Ich hab also wirklich gaaaar nichts zu tun. Erst schaue ich Sandra zu wie sie eine Fragmentanalyse macht. Das ist in Wahrheit aber auch nur eine ganz normale PCR und Zuschauen ist langweilig. :-( Um 11 darf ich (nach zwei Stunden Arbeit, in denen ich nichts gemacht habe außer zuschauen) nach Hause gehen. Ich beschließe das schöne Wetter auszunützen und fahre aufs Schloss Amras (Siehe Fotos!).

Juhu! Die Mäuseschwänze sind da! Ich kann also gleich mit den PCRs anfangen und die Maus DNA auf M2 (konnte noch nicht herausfinden was das eigentlich ist...) und SLOS untersuchen.

Während die Proben im Thermocycler stehen, werte ich die Sequenzierungen aus. Soo schwierig wie ich dachte ist das gar nicht! Ich kann auch gleich den "Sequencing Report" ausdrucken. Auf dem wird angezeigt, welche Bereiche vom Gen bzw. Exon bei der Sequenzierung abgedeckt wurden und was für Auffälligkeiten es in der Sequenz gibt. Dazu zählen Polymorphismen sowie Mutationen. Eine Mutation in der Basenabfolge muss nicht sofort dazu führen, dass für eine andere Aminosäure codiert wird. Wenn das jedoch der Fall ist, zeigt das das Programm ebenfalls an.

Mit Hilfe einer Gelelektrophorese kann ich feststellen, welche Mäuse das gesuchte (in dem Fall SLOS bzw. M2) Gen haben. Zwei Proben sind nicht gut erkennbar weswegen ich sie wiederhole. Martina erklärt mir, welche Mäuse sie mit welche gekreuzt haben und was sie sich erhoffen damit zu beweisen (Siehe <<Methoden / Experimente>> unter "Man kreuze zwei Mäuse...").

Zusätzlich zu den zwei PCRs mit Maus-DNA, die ich noch einmal machen muss, darf ich am Nachmittag eine PCR für das Exon 5 im NLRP 3 (wer eine Mutation in diesem Gen hat, hat sein ganzes Leben lang im Abstand von ca. 4 Wochen immer wieder Fieber) Gen machen. Irgendetwas funktioniert bei dieser PCR nie mit den Primern und ich soll probieren ob sie bei mir funktioniert (wie gesagt - diese PCRs haben ein Eigenleben!!). Bin schon gespannt!

Heute kann ich die Ergebnisse von den PCRs, die ich über Nacht im Thermocycler stehen gelassen habe auswerten. Keine einzige hat funktioniert wie gewünscht. :-( Bei der NLRP 3 - PCR für das Exon 5 sind zwar Banden da, allerdings nicht in der gewünschten Größe. Ich muss diese PCR allerdings nicht noch einmal machen, da - wie schon vorher vermutet - irgendetwas mit den Primern nicht stimmt. Blöderweise haben die Maus-PCRs auch nicht funktioniert! Bei der einen sieht man überhaupt keine Banden und bei der anderen schaut die Positivkontrolle genauso aus wie die Negativkontrolle und in der Nullkontrolle ist auch DNA. Die muss ich wohl wiederholen.

Nach einem Sequencing Report, den ich diesmal schon ganz leicht erstellen konnte, wiederhole ich die beiden PCRs mit jeweils einer Probe Maus-DNA. Und jetzt heißts warten, warten, warten...