Ich würde so ein Praktikum jederzeit wiedermachen! Es ist wirklich spannend und interessant am Forscherleben teilzunehmen...auch wenn manchmal alles nur noch kompliziert ist. Mein Praktikum am Institut für Immunologie hat mir sehr gut gefallen und ich habe auch wirkliche nette Leute kennen gelernt! Für mich steht ganz klar fest, dass ich ein Studium der Naturwissenschaften machen will.
Ein großes Dankeschön an alle am Institut, die mir so viel erklärt haben!!

Um 9 Uhr fanden sich wieder alle Mitarbeiter im Seminarraum zum Lab-Meeting ein. Neben Kuchenessen und Kaffeetrinken wurden organisatorische Angelegenheiten sowie auch der „Progress Report“ diskutiert. Dabei stellt ein Mitarbeiter die Ergebnisse seiner Arbeit den anderen mithilfe einer PowerPointPräsentation vor. Allgemein gefasst forscht diese Abteilung, in der ich mein Praktikum mache, an T-Zellen, die wichtige Zellen des Immunsystems sind.
Paul und ich verdauten Plasmide mit einem Restriktionsenzym. Ich durfte die beim Pipettieren helfen. Da das Gel, auf dem die verdauten Plasmide aufgetrennt werden, Ethidiumbromid enthält, lud Paul das Gel mit den Plasmiden, während ich zuschaute. Nach ca. 2 Stunden machten wir ein Foto von den Banden.
Nun zur „blue-native-Elektrophorese“, die wir gestern begonnen hatten: Das Gel mit den Markern (Proteine) schwamm über Nacht im „Gel drying buffer“ und heute machten wir ….erraten….ein Foto davon? Die Marker dienten uns nur zur Kontrolle, ob die Konzentration des Gels auch wirklich passt. Die letzten 2 Wochen hatten wir nämlich verschiedene Konzentrationen des Gels ausprobiert um zu überprüfen, bei welcher Konzentration (die die Porengröße beeinflusst) die Proteine am besten aufgetrennt werden.

Heute war mein letzter Tag, da ich morgen nicht kommen kann. Schade, dass es schon vorbei ist. Alle hier waren echt nett und haben mir meine Fragen immer beantwortet... wahrscheinlich werde ich das Labor bald wieder besuchen, weil es mir so gut gefallen hat!!

Ich und Andrea führten einen MiniPrep an den Bakterien durch, die ein ganz bestimmtes Plasmid haben sollen, dass wir in ihre Zellen transformierten. Die Minipräparation ist eine Methode um DNA aus Zellen zu isolieren.
Danach führten wir einen "Doppelverdau" durch, das heißt, dass wir die Plasmide mit je 2 (gleichen) Restriktionsenzymen schnitten. Der Verdau dauert eine Stunde und die Proben befinden sich dabei in einem Heizblock. Danach trugen wir die Proben auf ein Agarosegel auf, wobei sich die DNA-Stücke trennten (wenn das Plasmid mit 2 unterschiedlichen Restriktionsenzymen geschnitten wird, entstehen 2 DNA-Abschnitte, die sich bei einer Elektrophorese trennen). Als Orientierung wurden am Rand jeweils 1 Marker aufgetragen. Mit Paul ging ich anschließend in den Geräteraum um ein Foto der Banden zu machen.

Bei der Blue-Native-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (ich weiß, schwieriger Name) schnitten wir das Gel mit den Banden in Streifen (auf einem Streifen ist eine Bande), wickelten es in Alupapier und legten sie in den Kühlschrank. Paul untersucht bis morgen, ob die Marker mit der vorherigen Elektrophorese übereinstimmen. Wenn ja, können wir weitermachen. Sonst müssen wir von vorn beginnen...

Auf unserem Tagesprogramm stand heute die Untersuchung von Proteinen. Wir wollten uns die Proteinkomplexe innerhalb einer Zelle anschauen.
Genauer gesagt will Paul herausfinden, wie sich die Proteininteraktion aufgrund eines Stimulus (Antikörper) verändert. Der Versuch wird morgen weiter geführt. Hier eine kurze Versuchsdurchführung:
In je 6 Eppis befinden sich ca. 1 Million Zellen. Die Zellen (es handelt sich um eine menschliche Zelllinie) weden lysiert, das heißt aufgebrochen, so dass die Proteine und die DNA nun frei in einem vorher zugegebenem Puffer umherschwimmen. Nachdem man die Lösung abzentrifugiert hat, pipettiert man den Überstand (der die Proteinen enthält) ab und gibt ihn in ein neues Eppi. Beim Zellpellet, das während der Zentrifugation entstanden ist, handelt es sich um "Zellfetzen" (Zellbestandteile, Zellmembranen,...). Doch diese sind nicht von Interesse. Nun bestimmt man die Proteinkonzentration mittels der "Bradford"-Methode. Man muss die Konzentration der Proteine für die nachfolgende "Blue native Polyacrylamid Gelelektrophorese" wissen, damit man in jeden Slot die gleiche Menge an Proteinen gibt. Die Zelllysate (mit den Proteinen) aus den je 6 Eppis werden mit Glycerol und Coomassie Blue gemischt und dann in je 6 Slots hineinpipettiert. Glycerol ist ein Alkohol, der sehr viskos und daher schwer ist. Er sorgt dafür, dass die Proben genug "schwer" sind, um in die Slots "hineinzusinken". Coomassie Blue ist ein blauer Farbstoff. Eine Spannung wird angelegt und die Proteine wandern bis morgen bei Zimmertemperatur durch das Gel.
Weiters durfte ich heute wieder 3 Zelllinien splitten. Der Sinn des Splittens ist es, dass die Zellen, die sich im Medium vermehrt und gewachsen sind und daher auch das Medium "verbraucht" haben, wieder genug Platz und Nährstoffe in einem frischen Medium haben. Man "splittet" die Zellen auf (in einem beliebigen Verhältnis) und gibt einen Teil der Zellen in ein frisches Medium. Die restlichen Zellen sind nicht mehr zu gebrauchen und wandern daher in den Müll. Hierzu eine wichtige Bemerkung: es gibt 2 Arten von Müllcontainern. Abfall, der nicht mit irgendwelchen Zellen, Chemikalien oder etwas Bioglogischem kontaminiert ist, wandert in den "normalen Müll". Kontaminierter Abfall muss autoklaviert werden. Ein Autoklav sterilisiert die Laborutensilien (Tubes, Pipetten, Zellkulturflaschen etc.). Zu diesem Zweck gibt es im Institut einen eigenen "Reinigungsraum".
Die Apparatur für die BN-PAGE durfte ich auch zusammenbauen. Es hat geklappt! Das Gel ist unten nicht durchgeronnen.

Heute war nicht viel zu tun. Im Zellkulturlabor schauten wir uns die Zellen im Mikroskop an und ich durfte wieder 3 Zelllinien splitten. Diesmal musste ich - im Gegensatz zum letzten Mal - selber wissen, wann ich welchen Schritt tun sollte. Es hat ganz gut funktioniert.
Von Herrn Stockinger bekamen ich und 2 andere Diplomantinnen ein Skriptum über Immunologie (ich mache mein Praktikum am Institut für molekulare Immunologie), das wir übers Wochenende "studieren" sollen:-). Ich habe es mir schon durchgelesen und es ist nicht so schwer.

Unser Ziel war es heute, einen neuen Vektor mit dem YFP-Gen herzustellen. Dieses Gen codiert für ein Protein, das gelb fluoresziert. Das Fluorophor-Gen (YFP), das sich in einem Vektor befindet, haben wir mittels PCR-Methode vervielfältigt. Aus einem 2. Vektor haben wir das CFP-Gen herausgeschnitten und durch das YFP-Gen ersetzt.
Ich durfte Agarosegel herstellen (benötigt man für die Agarose-Gelelektrophorese). Den 2. Vektor, der durch Restriktionsenzyme in 2 Teile "geteilt"wurde (in ein Backbone und das CFP) haben wir nach erfolgter Auftrennung im Agarose-Gel herausgeschnitten, dann vom Gel gereinigt (Agarose Gel DNA Extraction Kit) und mit dem YFP-Gen religiert.
Bei dem „Agarose Gel DNA Extraction Kit“ durfte ich "vortexen". Ein Eppi wird auf eine Art Platte gedrückt und diese dreht sich dann sehr schnell > Substanzen im Eppi werden durchgemixt.
Es war ein sehr interessanter Tag. Morgen kommt die sogenannte „Colony PCR“ dran. Bin schon gespannt.